Рост популяции микроводоросли Tisochrysis lutea (Haptophyta) и содержание каротиноидов и нейтральных липидов при разной освещенности в условиях панельного биореактора

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Исследовано действие освещенности (10, 30, 50 и 70 мкмоль/м2/с) на микроводоросль Tisochrysis lutea (Haptophyta) в условиях панельного биореактора объемом 1.8 л на примере 5 Lux – LED flat panel (Infors HT, Швейцария) в течение 14 сут. Показано, что наиболее интенсивный рост популяции микроводоросли происходил при освещенности 30 и 50 мкмоль/м2/с. При 10 мкмоль/м2/с рост популяции полностью подавлялся. Независимо от интенсивности света, в популяции водоросли после семи суток преобладали клетки размером более 4 мкм. Содержание каротиноидов при освещенности 10 и 70 мкмоль/м2/с было наибольшим на седьмые сутки. Соотношение хлорофилл а/каротиноиды уменьшалось к концу опыта во всех экспериментах. Наибольшее количество нейтральных липидов в клетках отмечено при 10 мкмоль/м2/с.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ж. В. Маркина

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: zhannav@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-7135-1375
Россия, Владивосток 690041

А. А. Зинов

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Email: zhannav@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4705-5941
Россия, Владивосток 690041

Список литературы

  1. Соловченко А.Е. Физиологическая роль накопления нейтральных липидов эукариотическими микроводорослями при стрессах // Физиол. Раст. 2012. Т. 59. № 2. С. 192–202.
  2. Alemán-Nava G.S., Cuellar-Bermudez S.P., Cuaresma M. et al. How to use Nile Red, a selective fluorescent stain for microalgal neutral lipids // J. Microbiol. Methods. 2016. V. 128. P. 74–79.
  3. Alkhamis Y., Qin J.G. Comparison of pigment and proximate compositions of Tisochrysis lutea in phototrophic and mixotrophic cultures // J. Аppl. Phycol. 2016. V. 28. P. 35–42.
  4. Beuzenberg V., Goodwin E.O., Puddick J. et al. Optimising conditions for growth and xanthophyll production in continuous culture of Tisochrysis lutea using photobioreactor arrays and central composite design experiments // N. Z. J. Bot. 2017. V. 55. P. 64–78.
  5. Bigagli E., Cinci L., Niccolai A. et al. Preliminary data on the dietary safety, tolerability and effects on lipid metabolism of the marine microalga Tisochrysis lutea // Algal Res. 2018. V. 34. P. 244–249.
  6. Borowitzka M.A. Algal physiology and large-scale outdoor cultures of microalgae // The physiology of microalgae / Eds. M. Borowitzka, J. Beardall, J. Raven. Cham, Switzerland: Springer, 2016. P. 601–654. (Dev. Appl. Phycol.; V. 6).
  7. Chin G.J.W.L., Andrew A.R., Abdul-Sani E.R. et al. The effects of light intensity and nitrogen concentration to enhance lipid production in four tropical microalgae // Biocatal. Agric. Biotechnol. 2023. V. 48. Art. ID 102660.
  8. Chowdury K.H., Nahar N., Deb U.K. The growth factors involved in microalgae cultivation for biofuel production: a review // Comput. Water, Energy, Environ. Eng. 2020. V. 9. № 4. P. 185–215.
  9. Cid A., Fidalgo P., Herrero C., Abalde J. Toxic action of copper on the membrane system of a marine diatom measured by flow cytometry // Cytometry. 1996. V. 25. P. 32–36.
  10. da Costa F., Le Grand F., Quéré C. Effects of growth phase and nitrogen limitation on biochemical composition of two strains of Tisochrysis lutea // Algal Res. 2017. V. 27. P. 177–189.
  11. Delbrut A., Albina P., Lapierre T. et al. Fucoxanthin and polyunsaturated fatty acids co-extraction by a green process // Molecules. 2018. V. 23. Art. ID 874.
  12. Gao F., Teles (Cabanelas ITD) I., Ferrer-Ledo N. et al. Production and high throughput quantification of fucoxanthin and lipids in Tisochrysis lutea using single-cell fluorescence // Bioresour. Technol. 2020. V. 318. Art. ID 124104.
  13. Guedes A.C., Malcata F. Bioreactors for microalgae: a review of designs, features and applications // Bioreactors: design, properties and applications. Eds. P.G. Antolli, Z. Liu. Nova Science Publishers Inc., 2011. P. 1–52.
  14. Guillard R.R.L., Ryther J.H. Studies of marine planktonic diatoms. 1. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran. // Can. J. Microbiol. 1962. V. 8. P. 229–239.
  15. Huang B., Marchand J., Thiriet-Rupert S. et al. Betaine lipid and neutral lipid production under nitrogen or phosphorus limitation in the marine microalga Tisochrysis lutea (Haptophyta) // Algal Res. 2019. V. 40. Art. ID 101506.
  16. Hyka P. Lickova S., Přibyl P. et al. Flow cytometry for the development of biotechnological processes with microalgae // Biotechnol. Adv. 2013. V. 31. P. 2–16.
  17. Iglesias M.J., Soengas R., Probert I. et al. NMR characterization and evaluation of antibacterial and antiobiofilm activity of organic extracts from stationary phase batch cultures of five marine microalgae (Dunaliella sp., D. salina, Chaetoceros calcitrans, C. gracilis and Tisochrysis lutea) // Phytochemistry. 2019. V. 164. P. 192–205.
  18. Ippoliti D., González A., Martín I. et al. Outdoor production of Tisochrysis lutea in pilot-scale tubular photobioreactors // J. Appl. Phycol. 2016. V. 28. P. 3159–3166.
  19. Jeffrey S.W., Humphrey G.F. New spectrophotometric equations for determining chlorophylls a, b c1 and c2 in higher plants, algae and natural phytoplankton // Biochem. Physiol. Planz. 1975. V. 167. P. 191–194.
  20. Leal E., de Beyer L., OʼConnor W. et al. Production optimisation of Tisochrysis lutea as a live feed for juvenile Sydney rock oysters, Saccostrea glomerata, using large-scale photobioreactors // Aquaculture. 2020. V. 533. Art. ID 736077.
  21. Lehmuskero A., Chauton M.S., Boström T. Light and photosynthetic microalgae: a review of cellular- and molecular-scale optical processes // Prog. Oceanogr. 2018. V. 168. P. 43–56.
  22. Liu Z., Wang G. Effect of Fe3+ on the growth and lipid content of Isochrysis galbana // Chin. J. Oceanol. Limnol. 2014. V. 32. № 1. P. 47–53.
  23. Maltsev Y., Maltseva K., Kulikovskiy M., Maltseva S. Influence of light conditions on microalgae growth and content of lipids, carotenoids, and fatty acid composition // Biology. 2021. V. 10. № 10. Art. ID 1060.
  24. Mata T.M., Martins A.A., Caetano N.S. Microalgae for biodiesel production and other applications: a review // Renewable Sustainable Energy Rev. 2010. V. 14. P. 217–232.
  25. Mayer C., Richard L., Côme M. et al. The marine microalga, Tisochrysis lutea, protects against metabolic disorders associated with metabolic syndrome and obesity // Nutrients. 2021. V. 13. Art. ID 430.
  26. Mohamadnia S., Tavakoli O., Faramarzi M.A., Shamsollahi Z. Production of fucoxanthin by the microalga Tisochrysis lutea: A review of recent developments // Aquaculture. 2020. V. 516. Art. ID 734637.
  27. Mulders K.J., Weesepoel Y., Lamers P.P. et al. Growth and pigment accumulation in nutrient-depleted Isochrysis aff. galbana T-ISO // J. Appl. Phycol. 2013. V. 25. P. 1421–1430.
  28. Pick U., Zarka A., Boussiba S., Davidi L. A hypothesis about the origin of carotenoid lipid droplets in the green algae Dunaliella and Haematococcus // Planta. 2019. V. 249. № 1. P. 31–47.
  29. Randhir A., Laird D.W., Maker G. et al. Microalgae: a potential sustainable commercial source of sterols // Algal Res. 2020. V. 46. Art. ID 101772.
  30. Rasdi N.W., Qin J.G. Effect of N: P ratio on growth and chemical composition of Nannochloropsis oculata and Tisochrysis lutea // J. Appl. Phycol. 2015. V. 27. P. 2221–2230.
  31. Ren Y., Sun H., Deng J. et al. Carotenoid production from microalgae: biosynthesis, salinity responses and novel biotechnologies // Mar. Drugs. 2021. V. 19. № 12. Art. ID 713.
  32. You Z., Zhang Q., Peng Z., Miao X. Lipid droplets mediate salt stress tolerance in Parachlorella kessleri // Plant Physiol. 2019. V. 181. № 2. P. 510–526.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Рост популяции Tisochrysis lutea при разной освещенности. Разными латинскими буквами отмечены статистически значимые отличия между средними значениями в каждые сутки опыта при p <0.05.

Скачать (106KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Размерная структура популяции Tisochrysis lutea при разной освещенности: (а) – 10 мкмоль/м2/с, (б) – 30 мкмоль/м2/с, (в) – 50 мкмоль/м2/с, (г) – 70 мкмоль/м2/с.

Скачать (98KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Содержание суммы каротиноидов у Tisochrysis lutea при разной освещенности. Разными латинскими буквами отмечены статистически значимые отличия между средними значениями в каждые сутки опыта при p <0.05.

Скачать (72KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Флуоресценция клеток Tisochrysis lutea, окрашенных Nile Red – индикатором содержания нейтральных липидов. Разными латинскими буквами отмечены статистически значимые отличия между средними значениями в каждые сутки опыта при p <0.05.

Скачать (134KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025