Роль структурных и регуляторных генов, кодирующих белки теплового шока, в синтезе биоcурфактантов бактериями Rhodococcus pyridinivorans 5Ap

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В результате проведенного исследования впервые установлена роль структурных groESL, dnaJ и регуляторного генов hrcA, кодирующих синтез белков теплового шока, в синтезе биосурфактантов бактериями R. pyridinivorans 5Ар. Для регуляторного белка, кодируемого геном hrcA, сайты связывания CIRCE выявлены в промоторных участках генов groESL, groEL2 и fmdB. Установлено, что по сравнению с температурой 28°С в поздней логарифмической фазе роста в среде с гексадеканом при 42°С экспрессия генов groESL и groEL2 возрастала в 4.4 и в 5.3 раза соответственно. В то же время при разных температурных режимах (28 и 42°С) изменение экспрессии генов hrcA и fmdB не регистрировали. В отсутствии негативного регулятора HrcA увеличивалась экспрессия генов groESL в 14.4 и 3.5 раза, гена groEL2 – в 9.6 и 2.7 раза и гена fmdB – в 1.82 и 2.52 раза при температуре 28 и 42°С соответственно. Продукты генов dnaJ и hrcA необходимы для синтеза трегалолипидов при разных температурных режимах, причем их роль возрастала при повышенной температуре (у мутанта с нарушенным геном dnaJ синтез трегалолипидов при температуре 28 и 42°С снижался в 1.8 и в 2.5 раз соответственно, а у мутанта с нарушенным геном hrcA – в 1.5 и в 6.6 раз соответственно). В то же время эмульгирующая активность не изменялась у всех мутантных вариантов при 28°С и уменьшалась при температуре 42°С в 1.4 и 1.9 раз, соответственно, у мутантов с нарушенным геном groESL и hrcA. Полученные результаты свидетельствуют о сложной химической природе биоПАВ, продуцируемых бактериями R. pyridinivorans 5Ар (эмульгаторы, включающие трегалолипиды и соединения иного химического состава). В синтезе этих соединений при разных температурных режимах ключевую роль играют шапероны Gro и регуляторный белок HrcA, тогда как продукт гена dnaJ необходим только для синтеза трегалолипидов.

Ключевые слова

Об авторах

А. А. Букляревич

Белорусский государственный университет

Email: ma_titok@bsu.by
Беларусь, 220030, Минск

М. А. Титок

Белорусский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: ma_titok@bsu.by
Беларусь, 220030, Минск

Список литературы

  1. Букляревич А.А., Чернявская М.И., Охремчук А.Э., Валентович Л.Н., Титок М.А. Влияние структурных и регуляторных белков теплового шока на деградацию углеводородов бактериями Rhodococcus pyridinivorans 5AP // Микробиология. 2019. Т. 88. С. 553‒561.
  2. Bukliarevich H.A., Charniauskaya M.I., Akhremchuk A.E., Valentovich L.N., Titok M.A. Effect of the structural and regulatory heat shock proteins on hydrocarbon degradation by Rhodococcus pyridinivorans 5Ap // Microbiology (Moscow). 2019. V. 88. P. 573–579.
  3. Букляревич А.А., Гуринович А.С., Филонов А.Е., Титок М.А. Молекулярно-генетический и функциональный анализ генов бактерий рода Rhodococcus, кодирующих синтез алкан-1-монооксигеназ // Микробиология. 2023. Т. 92. С. 1–15.
  4. Bukliarevich H.A., Gurinovich A.S., Filonov A.E., Titok M.A. Molecular-genetic and functional analysis of genes of Rhodococcus bacteria encoding synthesis alkan-1-monooxygenase // Microbiology. 2023. V. 92. № 2. P. 1–15.
  5. Пирог Т.П., Шевчук Т.А., Клименко Ю.А. Интенсификация синтеза поверхностно-активных веществ при культивировании Rhodococcus erythropolis ЭК-1 на гексадекане // Прикл. биохимия и микробиология. 2010. Т. 46. С. 651‒658.
  6. Pirog T.P., Shevchuk T.A., Klimenko I.A. Intensification of surfactant synthesis in Rhodococcus erythropolis EK-1 cultivated on hexadecane // Appl. Biochem. Microbiol. 2010. V. 46. P. 599–606.
  7. Becker S.H., Ulrich K., Dhabaria A., Ueberheide B., Beavers W., Skaar E.P., Iyer L.M., Aravind L., Jakob U., Darwin K.H. Mycobacterium tuberculosis Rv0991c is a redox-regulated molecular chaperone // mBio. 2020. V. 11. e01545-20.
  8. Blumenstein J., Rädisch R., Štěpánek V., Grulich M., Dostálová H., Pátek M. Identification of Rhodococcus erythropolis promoters controlled by alternative sigma factors using in vivo and in vitro systems and heterologous RNA polymerase // Curr. Microbiol. 2022. V. 79. Art. 55.
  9. Cooper D.G., Goldenberg B.G. Surface-active agents from two Bacillus species // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. P. 224–229.
  10. Coppens L., Lavigne R. SAPPHIRE: a neural network-based classifier for σ70 promoter prediction in Pseudomonas // BMC Bioinform. 2020. V. 21. Art. 415.
  11. DuBois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith Fred. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Anal. Chem. 1956. V. 28. P. 350–356.
  12. Ferreira A., O’Byrne C.P., Boor K.J. Role of ςB in heat, ethanol, acid, and oxidative stress resistance and during carbon starvation in Listeria monocytogenes // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4454–4457.
  13. Hu Y., Oliver H.F., Raengpradub S., Palmer M.E., Orsi R.H., Wiedmann M., Boor K.J. Transcriptomic and phenotypic analyses suggest a network between the transcriptional regulators HrcA and σB in Listeria monocytogenes // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 7981–7991.
  14. Iwabuchi N., Sunairi M., Anzai H., Nakajima M., Harayama S. Relationships between colony morphotypes and oil tolerance in Rhodococcus rhodochrous // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 5073–5077.
  15. Jung J., Noh J., Park W. Physiological and metabolic responses for hexadecane degradation in Acinetobacter oleivorans DR1 // J. Microbiol. 2011. V. 49. P. 208–215.
  16. Kaczorek E., Pacholak A., Zdarta A., Smulek W. The impact of biosurfactants on microbial cell properties leading to hydrocarbon bioavailability increase // Colloids and Interfaces. 2018. V. 2. Art. 35.
  17. Kato T., Miyanaga A., Kanaya S., Morikawa M. Alkane inducible proteins in Geobacillus thermoleovorans B23 // BMC Microbiol. 2009. V. 9. Art. 60.
  18. Kuyukina M.S., Ivshina I.B. Rhodococcus Biosurfactants: biosynthesis, properties, and potential applications // Biology of Rhodococcus, Microbiology Monographs / Ed. Alvarez H.M. Berlin, Heidelberg: Springer, 2010. P. 291–313.
  19. Kuyukina M.S., Ivshina I.B., Philp J.C., Christofi N., Dunbar S.A., Ritchkova M.I. Recovery of Rhodococcus biosurfactants using methyl tertiary-butyl ether extraction // J. Microbiol. Methods. 2001. V. 46. P. 149–156.
  20. Larkin M.J., Kulakov L.A., Allen C.C.R. Biodegradation and Rhodococcus-masters of catabolic versatility // Curr. Opin. Biotechnol. 2005. V. 16. P. 282–290.
  21. Nie Y., Chi C.-Q., Fang H., Liang J.-L., Lu S.-L., Lai G.-L., Tang Y.-Q., Wu X.-L. Diverse alkane hydroxylase genes in microorganisms and environments // Sci. Rep. 2014. V. 4. Art. 4968.
  22. Okonechnikov K., Golosova O., Fursov M. The UGENE team. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit // Bioinformatics. 2012. V. 28. P. 1166–1167.
  23. Ortiz de Orué Lucana D., Wedderhoff I., Groves M.R. ROS-mediated signalling in bacteria: zinc-containing Cys-X-X-Cys redox centres and iron-based oxidative stress // J. Signal Transduct. 2012. V. 2012. Art. 605905.
  24. Pátek M., Grulich M., Nešvera J. Stress response in Rhodococcus strains // Biotechnol. Adv. 2021. V. 53. Art. 107698.
  25. Pfaffl M.W. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR // Nucl. Acids Res. 2001. V. 29. Art. e45.
  26. Riele H. te, Michel B., Ehrlich S.D. Single-stranded plasmid DNA in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 2541–2545.
  27. Roncarati D., Danielli A., Scarlato V. The HrcA repressor is the thermosensor of the heat-shock regulatory circuit in the human pathogen Helicobacter pylori // Mol. Microbiol. 2014. V. 92. P. 910–920.
  28. Roncarati D., Scarlato V. Regulation of heat-shock genes in bacteria: from signal sensing to gene expression output // FEMS Microbiol. Rev. 2017. V. 41. P. 549–574.
  29. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.
  30. Schäfer A., Tauch A., Jäger W., Kalinowski J., Thierbach G., Pühler A. Small mobilizable multi-purpose cloning vectors derived from the Escherichia coli plasmids pK18 and pK19: selection of defined deletions in the chromosome of Corynebacterium glutamicum // Gene. 1994. V. 145. P. 69–73.
  31. Schumann W. Regulation of bacterial heat shock stimulons // Cell Stress Chaperones. 2016. V. 21. P. 959–968.
  32. Solovyev V., Salamov A. Automatic annotation of microbial genomes and metagenomic sequences // Metagenomics and Its Applications in Agriculture, Biomedicine and Environmental Studies / Ed. Li R.W. Nova Science Publishers, 2011. P. 61‒78.
  33. Sutcliffe I., Brown A., Dover L. The rhodococcal cell envelope: composition, organisation and biosynthesis // Biology of Rhodococcus. Microbiology Monographs / Ed. Alvarez H.M. Berlin, Heidelberg: Springer, 2010. P. 29–71.
  34. Takihara H., Ogihara J., Yoshida T., Okuda S., Nakajima M., Iwabuchi N., Sunairi M. Enhanced translocation and growth of Rhodococcus erythropolis PR4 in the alkane phase of aqueous-alkane two phase cultures were mediated by GroEL2 overexpression // Microbes Environ. 2014. V. 29. P. 346–352.

Дополнительные файлы


© А.А. Букляревич, М.А. Титок, 2023