Целлюлолитический потенциал новых штаммов почвенных стрептомицетов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

С целью получения новых штаммов микроорганизмов-целлюлолитиков для использования в технологиях переработки растительных и других целлюлозосодержащих отходов выделены из различных источников четыре новых бактериальных штамма рода Streptomyces. В тестах с Конго красным у изолятов определяли способность к деструкции карбоксиметилцеллюлозы (КМЦ), микрокристаллической целлюлозы (МКЦ) и природных целлюлозосодержащих материалов – соломы, опила березы и дуба. Количественно активность целлюлазы оценивали при ферментации соломы. На средах с каждым из модельных источников углерода определяли радиальную скорость роста, как показатель, характеризующий способность изолятов к колонизации различных субстратов. Сопряженная характеристика целлюлазной активности и радиальной скорости роста на субстратах различной природы позволила оценить перспективы дальнейшего использования исследуемых штаммов в качестве деструкторов целлюлозосодержащих отходов. Лидировал в исследованной выборке штамм Streptomyces thermocarboxydus Т1-3, отличающийся наиболее активным ферментативным гидролизом всех модельных источников целлюлозы, высокой радиальной скоростью роста (до 87 ± 3 мкм/ч) и достижением в течение 24 ч максимальной активности целлюлазы (171.25 ± 8.13 Ед/мл) при ферментации соломы.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Н. А. Боков

Федеральный аграрный научный центр Северо-Востока имени Н.В. Рудницкого; Вятский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: nikita-bokov@mail.ru
Россия, 610007, Киров; 610000, Киров

А. В. Бакулина

Федеральный аграрный научный центр Северо-Востока имени Н.В. Рудницкого

Email: nikita-bokov@mail.ru
Россия, 610007, Киров

Е. А. Бессолицына

Федеральный аграрный научный центр Северо-Востока имени Н.В. Рудницкого

Email: nikita-bokov@mail.ru
Россия, 610007, Киров

И. Г. Широких

Федеральный аграрный научный центр Северо-Востока имени Н.В. Рудницкого; Вятский государственный университет

Email: nikita-bokov@mail.ru
Россия, 610007, Киров; 610000, Киров

Список литературы

  1. Билай В. И. Методы экспериментальной микологии. М.: Рипол Классик, 1973. 240 с.
  2. Гаузе Г. Ф., Преображенская Т. П., Свешникова М. А., Терехова Л. П. Максимова Т. С. Определитель актиномицетов. М.: Наука, 1983. 245 с.
  3. Громова Н. Ю. Теоретические аспекты биоконверсии целлюлозосодержащих отходов // Известия Международной академии аграрного образования. 2012. Т. 1. С. 8–12.
  4. Нетрусов А. И., Егорова М. А., Захарчук Л. М., Динариева Т. Ю. Практикум по микробиологии. М.: Академия, 2005. 608 с.
  5. Рожкова А. М., Кислицин В. Ю. Редактирование геномов мицелиальных грибов: применение системы CRISPR/Cas // Успехи биологической химии. 2021. Т. 61. С. 253–294.
  6. Филиппова С. Н., Виноградова К. А. Программируемая клеточная смерть как одна из стадий дифференцировки стрептомицетов // Микробиология. 2017. Т. 86. С. 421–438. https://doi.org/10.7868/S0026365617040073
  7. Filippova S. N., Vinogradova K. A. Programmed cell death as one of the stages of streptomycete differentiation // Microbiology (Moscow). 2017. V. 86. P. 439‒454.
  8. Bispo A. S.R, Andrade J. P., Souza D. T., Teles Z. N.S., Nascimento R. P. Utilization of agroindustrial by-products as substrate in endoglucanase production by Streptomyces diastaticus PA-01 under submerged fermentation // Braz. J. Chem. Eng. 2018. V. 35. Р. 429–440. https://doi.org/10.1590/0104-6632.20180352s20160415
  9. Book A. J., Lewin G. R., McDonald B.R., Takasuka T. E., Wendt-Pienkowski Е., Doering D. T., Suh S., Raffa K. F., Fox B. G., Currie C. R. Evolution of high cellulolytic activity in symbiotic Streptomyces through selection of expanded gene content and coordinate gene expression // PLoS Biol. 2016. V. 14. № 6. P. 1–21. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1002475
  10. Cecchini D. A., Pepe O., Pennacchio A., Fagnano M., Faraco V. Directed evolution of the bacterial endo-β-1,4-glucanase from Streptomyces sp. G12 towards improved catalysts for lignocellulose conversion // Amb. Express. 2018. V. 8. Art. 74. https://doi.org/10.1186/s13568-018-0602-7
  11. Celaya-Herrera S., Casados-Vázquez L. E., Valdez-Vazquez I., Barona-Gómez F., Bideshi D. K., Barboza-Corona J. E. A cellulolytic Streptomyces sp. isolated from a highly oligotrophic niche shows potential for hydrolyzing agricultural wastes // Bioenerg. Res. 2021. V. 14. P. 333–343. https://doi.org/10.1007/s12155-020-10174-z
  12. Escudero-Agudelo J., Martínez-Villalobos J., Arocha-Garza H., Galán-Wong L.J., Avilés-Arnaut H., De la Torre-Zavala S. Systematic bioprospection for cellulolytic actinomycetes in the Chihuahuan Desert: isolation and enzymatic profiling // Peer J. 2023. V. 11. Art. e16119. https://doi.org/10.7717/peerj.16119
  13. Franco-Cirigliano M. N., de Carvalho-Rezende R., Gravina-Oliveira M. P., Pereira P. H. F., Do Nascimento R. P., Bon E. P. D. S., Macrae A., Coelho R. R. R. Streptomyces misionensis PESB-25 produces a thermoacidophilic endoglucanase using sugarcane bagasse and corn steep liquor as the sole organic substrates // Biomed. Res. Int. 2013. V. 2013. Art. 584207. https://doi.org/10.1155/2013/584207
  14. Ghose T. K. Measurement of cellulase activities // Pure & Appl. Chem. 1987. V. 59. P. 257–268.
  15. Gupta P., Samant K., Sahu A. Isolation of cellulose-degrading bacteria and determination of their cellulolytic potential // Int. J. Microbiol. 2012. V. 2012. Art. 578925. https://doi.org/10.1155/2012/578925
  16. Jayasekara S., Ratnayake R. Microbial cellulases: an overview and applications. Cellulose. IntechOpen. 2019. 130 p. https://doi.org/10.5772/intechopen.84531
  17. Kieser T., Bibb M. J., Buttner M. J., Chater K. F., Hopwood D. A. Practical Streptomyces genetics. The John Innes Foundation; Norwich, UK: 2000. 620 p.
  18. Komaki H. Recent progress of reclassification of the genus Streptomyces // Microorganisms. 2023. V. 11. Art. 831. https://doi.org/10.3390/microorganisms11040831
  19. Kormanec J., Rezuchova B., Homerova D., Csolleiova D., Sevcikova B., Novakova R., Feckova L. Recent achievements in the generation of stable genome alterations/mutations in species of the genus Streptomyces // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019. V. 103. P. 5463–5482. https://doi.org/10.1007/s00253-019-09901-0
  20. López-Mondéjar R., Zühlke D., Becher D., Riedel K., Baldrian P. Cellulose and hemicellulose decomposition by forest soil bacteria proceeds by the action of structurally variable enzymatic systems // Sci. Rep. 2016. V. 6. Art. 25279. https://doi.org/10.1038/srep25279
  21. Marushima K., Ohnishi Y., Horinouchi S. CebR as a master regulator for cellulose/cellooligosaccharide catabolism affects morphological development in Streptomyces griseus // J. Bacteriol. 2009. V. 191. P. 5930–5940. https://doi.org/10.1128/jb.00703-09
  22. Rajagopal G., Kannan S. Systematic characterization of potential cellulolytic marine actinobacteria Actinoalloteichus sp. MHA15 // Biotechnol. Rep. 2017. V. 13. P. 30–36. https://doi.org/10.1016/j.btre.2016.12.003
  23. Ryan M. C., Stucky M., Wakefield C., Melott J. M., Akbani R., Weinstein J. N., Broom B. M. Interactive Clustered Heat Map Builder: An easy web-based tool for creating sophisticated clustered heat maps // F1000Research. 2019. V. 8. P. 1–17. https://doi.org/10.12688/f1000research.20590.2
  24. Sambrook J., Fritch T., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. NY.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1983. 545 p. https://doi.org/10.1016/0307-4412(83)90068-7
  25. Scalbert A. Antimicrobial properties of tannins // Phytochemistry. 1991. V. 30. P. 3875–3883. https://doi.org/10.1016/0031-9422(91)83426-L
  26. Shrestha S., Khatiwada J. R., Kognou A. L.M., Chio C., Qin W. Biomass-degrading enzyme(s) production and biomass degradation by a novel Streptomyces thermocarboxydus // Curr. Microbiol. 2023. V. 80. Art. 71. https://doi.org/10.1007/s00284-022-03174-z
  27. Sievers F., Higgins D. G. Clustal omega // Curr. Prot. Bioinform. 2014. V. 48. P. 3.13.1–3.13.16. https://doi.org/10.1002/0471250953.bi0313s48
  28. Tamura K., Stecher G., Kumar S. MEGA11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 11 // Mol. Biol. Evol. 2021. V. 38. P. 3022–3027. https://doi.org/10.1093/molbev/msab120
  29. Waheeb M. S., Elkhatib W. F., Yassien M. A., Hassouna N. A. Production of cellulase by soil isolated Streptomyces sp. // Arch. Pharm. Sci. ASU. 2021. V. 5. Р. 225–233.
  30. Wood P. J., Erfle J. D., Teather R. M. Use of complex formation between Congo Red and polysaccharides in detection and assay of polysaccharide hydrolases // Methods Enzymol. 1988. V. 160. P. 59–74.
  31. Ye S., Enghiad B., Zhao H., Takano E. Fine-tuning the regulation of Cas9 expression levels for efficient CRISPR-Cas9 mediated recombination in Streptomyces // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2020. V. 47. Р. 413–423.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Тепловая карта, отражающая различия в величине зон гидролиза стрептомицетами целлюлозы в составе различных субстратов: 1 – опил дуба; 2 – солома; 3 – опил березы; 4 – КМЦ; 5 – МКЦ.

Скачать (19KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Динамика скорости радиального роста на средах с различными источниками углерода штаммов: 1 – S. griseoaurantiacus Мb4-2; 2 – S. thermocarboxydus T1-3; 3 – S. hygroscopicus N27-25; 4 – “S. ryensis” Н13-3.

Скачать (51KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Скорость радиального роста на различных субстратах штаммов: 1 – S. griseoaurantiacus Мb4-2; 2 – S. thermocarboxydus T1-3; 3 – S. hygroscopicus N27-25; 4 – “S. ryensis” Н13-3 (среднее за 14 сут).

Скачать (43KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024