Биоинформационный и функциональный анализ плазмиды биосинтеза сидерофоров pSID бактерий Rhodococcus pyridinivorans 5Ap

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В клетках бактерий R. pyridinivorans 5Ар в результате секвенирования полной последовательности генома выявлена плазмида pSID (CP063453.1) размером 250428 п.н. За репликацию данной плазмиды, по всей вероятности, отвечает ген dnaB. Гены, которые могут быть вовлечены в репликацию (dnaB, ssb) и разделение плазмид после репликации (parA), проявляют наибольшую степень сходства с детерминантами, расположенными на крупных (224‒343 т.п.н.) плазмидах родококков: unnamed1 R. pyridinivorans YF3, unnamed1 R. rhodochrous LH-B3, pRJH1 R. pyridinivorans YC-JH2, pRDE01 Rhodococcus sp. RDE2 и pRho-VOC14-C342 R. opacus VOC-14. На плазмиде pSID выявлено два локуса, ответственных за синтез вторичных метаболитов, один из которых определяет синтез поликетидного соединения (сходные последовательности выявлены на плазмидах родококков), а второй – предположительно, синтез сидерофора: гены биосинтеза (sid1–5) данного соединения проявляют наибольшую степень сходства (не более 75%) с последовательностями бактерий Streptomyces vilmorinianum YP1 (CP040244.1), S. ficellus NRRL 8067 (CP034279.1), Streptomyces sp. NBC00162 (CP102509.1) и некоторых других стрептомицетов, но не обладают сходством с какими-либо известными генами биосинтеза сидерофоров у родококков. Локус плазмиды pSID, отвечающий за синтез сидерофора, имеет уникальную организацию, т.к. ген sid5 (iucC) транскрибируется во встречном направлении, тогда как у других бактерий он входит в состав оперона и располагается в начале или в конце. Установлено, что при инактивации гена sid1 снижается антагонистическая активность бактерий R. pyridinivorans 5Ар против фитопатогенных бактерий P. carotovorum 2.18, снижается устойчивость к ионам железа, кадмия и арсенатам, а также появляются фитотоксические свойства в отношении редиса красного, тогда как бактерии дикого типа обладают стимулирующей рост растений активностью.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. И. Мандрик

Белорусский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

А. А. Высоцкая

Белорусский государственный университет

Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

Ю. В. Егорова

Белорусский государственный университет

Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

Д. В. Суржик

Белорусский государственный университет

Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

А. Ю. Ларченко

Белорусский государственный университет

Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

С. Л. Василенко

Белорусский государственный университет

Email: charnymi@bsu.by
Белоруссия, Минск

Список литературы

  1. Глик Б., Пастернак Дж. Молекулярная биотехнология. М: Мир, 2002. 589 c.
  2. Мандрик М. И., Охремчук А. Э., Валентович Л. Н., Трушлис Э. В., Ларченко А. Ю., Василенко С. Л. Характеристика генетических локусов, определяющих деградацию фенола, в геноме бактерий Rhodococcus pyridinivorans 5Ap // Экспериментальная биология и биотехнология. 2024. №1. С. 27–40.
  3. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии: молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984. 479 с.
  4. Мейнелл Дж., Мейнелл Э. Экспериментальная микробиология. М.: Мир, 1967. 320 c.
  5. Миллер Дж. Эксперименты в молекулярной генетике. М.: Мир, 1976. 436 с.
  6. Титок М. А. Плазмиды грамположительных бактерий. Минск: Изд-во БГУ, 2004. 120 с.
  7. Чернявская М. И. Характеристика штаммов нафталинутилизирующих бактерий рода Rhodococcus // Труды БГУ: Микробиология. 2016. Т. 11. Ч. 1. С. 190–197.
  8. Ahsan S., Kabir M. S. Linear plasmids and their replication // Stamford J. Microbiol. 2013. V. 2. P. 1‒5.
  9. Aznar A., Chen N. W., Rigault M., Riache N., Joseph D., Desmaële D., Mouille G., Boutet S., Soubigou-Taconnat L., Renou J. P., Thomine S., Expert D., Dellagi A. Scavenging iron: a novel mechanism of plant immunity activation by microbial siderophores // Plant Physiol. 2014. V. 164. P. 2167‒2183.
  10. Blin K., Shaw S., Augustijn H.E, Reitz Z. L., Biermann F., Alanjary M., Fetter A., Terlouw B. R., Metcalf W. W., Helfrich E. J.N., van Wezel G. P., Medema M. H., Weber T. antiSMASH 7.0: New and improved predictions for detection, regulation, chemical structures and visualization // Nucl. Acids Res. 2023. V. 51. P. W46‒W50. https://doi.org/10.1093/nar/gkad344
  11. Bullock W. O. XL1-Blue: a high efficiency plasmid transforming recA Escherichia coli strain with beta-galactosidase selection // BioTechniques. 1987. V. 5. P. 376–378.
  12. Chan H. Y., Jensen S. O., LeBard R.J., Figgett W. A., Lai E., Simpson A. E., Brzoska A. J., Davies D. S., Connolly A. M., Cordwell S. J., Travis B. A., Salinas R., Skurray R. A., Firth N., Schumacher M. A. Molecular analysis of pSK1 par: a novel plasmid partitioning system encoded by staphylococcal multiresistance plasmids // J. Mol. Biol. 2022. V. 434. Art. 167770.
  13. Cserháti M., Kriszt B., Krifaton Cs., Szoboszlay S., Háhn J., Tóth Sz., Nagy I., Kukolya J. Mycotoxin-degradation profile of Rhodococcus strains // Int. J. Food Microbiol. 2013. V. 166. P. 176‒185.
  14. Dimkpa C. O., Svatoš A., Dabrowska P., Schmidt A., Boland W., Kothe E. Involvement of siderophores in the reduction of metal-induced inhibition of auxin synthesis in Streptomyces spp. // Chemosphere. 2008. V. 74. P. 19‒25.
  15. Grant J. R., Enns E., Marinier E., Mandal A., Herman E. K., Chen C., Graham M., Van Domselaar G., Stothard P. Proksee: in-depth characterization and visualization of bacterial genomes // Nucl. Acids Res. 2023. V. 51. P. W484‒W492. https://doi.org/10.1093/nar/gkad326
  16. Howland C. J., Rees C. E., Barth P. T., Wilkins B. M. The ssb gene of plasmid ColIb-P9 // J. Bacteriol. 1989. V. 171. P. 2466–2473.
  17. Iminova L., Delegan Y., Frantsuzova E., Bogun A., Zvonarev A., Suzina N., Anbumani S., Solyanikova I. Physiological and biochemical characterization and genome analysis of Rhodococcus qingshengii strain 7B capable of crude oil degradation and plant stimulation // Biotech. Rep. 2022. V. 35. Art. e00741.
  18. Ji C., Fan Yu, Zhao L. Review on biological degradation of mycotoxins // Animal Nutr. 2016. V. 2. P. 127‒133.
  19. Kriszt R., Krifaton C., Szoboszlay S., Cserháti M., Kriszt B., Kukolya J., Czéh Á., Fehér-Tóth S., Török L., Szőke Z., Kovács K. J., Barna T., Ferenczi S. New zearalenone biodegradation strategy using non-pathogenic Rhodococcus pyridinivorans K408 strain // PLoS One. 2012. V. 7. Art. e43608.
  20. Kuhl T., Felder M., Nussbaumer T., Fischer D., Kublik S., Chowdhury P. S., Schloter M., Rothballer M. De novo genome assembly of a plant-associated Rhodococcus qingshengii strain (RL1) isolated from Eruca sativa Mill. and showing plant growth-promoting properties // Microbiol. Res. Announc. 2019. V. 8. Art. e01106-19. https://doi.org/10.1128/mra.01106-19
  21. Kundu D., Hazra C., Chaudhari A. Biodegradation of 2,6-dinitrotoluene and plant growth promoting traits by Rhodococcus pyridinivorans NT2: identification and toxicological analysis of metabolites and proteomic insights // Biocat. Agricul. Biotech. 2016. V. 8. P. 55‒65.
  22. Metcaff W. W., Jiang W., Wanner B. L. Use of the rep technique for allele replacement to construct new Escherichia coli hosts for maintenance of R6Kgamma origin plasmids at different copy numbers // Gene. 1994. V. 138. P. 1–7.
  23. Oberto J. SyntTax: a web server linking synteny to prokaryotic taxonomy // BMC Bioinformatics. 2013. V. 14. https://doi.org/10.1186/1471-2105-14-4
  24. Presentato А., Piacenza E., Turner R. J., Zannoni D., Cappelletti M. Processing of metals and metalloids by Actinobacteria: cell resistance mechanisms and synthesis of metal (loid)-based nanostructures // Microorganisms. 2020. V. 8. Art. 2027.
  25. Roskova Z., Skarohlid R., McGachy L. Siderophores: an alternative bioremediation strategy? // Sci. Tot. Environ. 2022. V. 819. Art. 153144.
  26. Saha R., Saha N., Donofrio R. S., Bestervelt L L. Microbial siderophores: a mini review // J. Bas. Microbiol. 2013. V. 53. P. 303‒317.
  27. Schäfer A., Tauch A., Jäger W., Kalinowski J., Thierbach G., Pühler A. Small mobilizable multi-purpose cloning vectors derived from the Escherichia coli plasmids pK18 and pK19: selection of defined deletions in the chromosome of Corynebacterium glutamicum // Gene. 1994. V. 145. P. 69–73.
  28. Stevens V., Thijs S., McAmmond B., Langill T., Van Hamme J., Weyens N., Vangronsveld J. Draft genome sequence of Rhodococcus erythropolis VSD3, a diesel fuel-degrading and plant growth-promoting bacterium isolated from Hedera helix leaves // Gen. Announc. 2017. V. 5. https://doi.org/10.1128/genomea.01680-16
  29. te Riele H., Michel B., Ehrlich S. D. Single-stranded plasmid DNA in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 2541–2545.
  30. Turner S. L., Lilley A. K., Bailey M. J. Two dnaB genes are associated with the origin of replication of PQBR55, an exogenously isolated plasmid from the rhizosphere of sugar beet // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 42. P. 209–215.
  31. Vernikos G. S., Parkhill J. Interpolated variable order motifs for identification of horizontally acquired DNA: revisiting the Salmonella pathogenicity islands // Bioinf. 2006 V. 22. P. 2196‒2203.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Генетическая карта плазмиды Psid. INP – обозначение белок-кодирующих последовательностей, HGT Region – участок, который, предположительно, был привнесен в результате горизонтального переноса.

Скачать (608KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Организация кластера биосинтеза сидерофоров у различных бактерий: 1 – плазмида pSID R. pyridinivorans 5Ар; 2 – Paenactinomyces guangxiensis s-10 (NZ_JACEIQ000000000.1); 3 – Streptomyces ficellus NRRL 8067 (CP034279.1); 4 – Myxococcus hansupus mixupus (CP012109.1).

Скачать (102KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние бактерий рода Rhodococcus на морфометрические показатели проростков редиса красного. К1 – вода; К2 – среда Мейнелла; 1 – 24-часовая культура бактерий R. pyridinivorans 5Ар; 2 – 48-часовая культура бактерий R. pyridinivorans 5Ар; 3 – 24-часовая культура бактерий R. pyridinivorans 5Ар RifR sid::pK18mob; 4 – 48-часовая культура бактерий R. pyridinivorans 5Ар RifR sid::pK18mob. * ‒ Отличия от К1 достоверны при р ≤ 0.05; ** ‒ отличия от К2 достоверны при р ≤ 0.05; *** ‒ отличия от дикого типа достоверны при р ≤ 0.05. Высота столбцов отражает среднее значение, планки погрешностей – среднеквадратичное отклонение.

Скачать (51KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024