Влияние голодания на антиоксидантный комплекс двустворчатого моллюска Anadara kagoshimensis (Tokunaga, 1906) из Черного моря

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Исследовано влияние 30-суточного голодания на состояние антиоксидантного комплекса и перекисного окисления липидов в тканях черноморского двустворчатого моллюска Anadara kagoshimensis (Tokunaga, 1906). Животных содержали в аквариумах с системой закрытого водообмена и биофильтрацией воды. Определяли активность глутатионпероксидазы, глутатионредуктазы, супероксиддисмутазы и каталазы, а также содержание восстановленного глутатиона и ТБК-активных продуктов. Выявленные у анадары реакции антиоксидантного комплекса и перекисного окисления липидов имели тканевую специфику: в условиях голодания содержание ТБК-активных продуктов в гепатопанкреасе и ноге моллюска уменьшалось, а в жабрах не изменялось. Наиболее выраженные изменения антиоксидантного комплекса выявлены в гепатопанкреасе, где показано увеличение всех исследованных параметров. В ноге отмечен рост только показателей антиоксидантной глутатионовой системы, а в жабрах – только активности глутатионпероксидазы и содержания восстановленного глутатиона. Полученные результаты свидетельствуют об устойчивом антиоксидантно-прооксидантном равновесии двустворчатого моллюска A. kagoshimensis в условиях голодания.

Об авторах

О. Л. Гостюхина

Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: gostolga@yandex.ru
Россия, 299011, Севастополь

А. А. Солдатов

Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского РАН; ФГАОУ ВО Севастопольский государственный университет

Email: gostolga@yandex.ru
Россия, 299011, Севастополь; Россия, 299053, Севастополь, ул. Университетская, 33

Список литературы

  1. Андреенко Т.И., Солдатов А.А., Головина И.В. Особенности реорганизации тканевого метаболизма у двустворчатого моллюска Anadara inaequivalvis (Bruguiere, 1978) в условиях экспериментального голодания // Мор. экол. журн. 2009. Т. 8. № 3. С. 15–24.
  2. Анистратенко В.В., Халиман И.А. Двустворчатый моллюск Anadara inaequivalvis (Bivalvia, Arcidae) в северной части Азовского моря: завершение колонизации Азово-Черноморского бассейна // Вестн. зоологии. 2006. Т. 40. № 6. С. 505–511.
  3. Головина И.В. Устойчивость к негативным воздействиям и соотношение активности ферментов энергетического обмена в тканях черноморских моллюсков Mytilus galloprovincialis Lamarck, 1819 и Anadara kagoshimensis (Tokunaga, 1906) // Мор. биол. журн. 2019. Т. 4. № 3. С. 37–47.
  4. Горомосова С.А., Шапиро А.З. Основные черты биохимии энергетического обмена у мидий. М.: Легкая и пищевая промышленность. 1984. 120 с.
  5. Гостюхина О.Л., Андреенко Т.И. Тканевый обмен и состояние антиоксидантного комплекса у черноморских моллюсков Mytilus galloprovincialis Lamarck, 1819 и Anadara kagoshimensis (Tokunaga, 1906) с разной устойчивостью к окислительному стрессу // Биол. моря. 2019. Т. 45. С. 197–207.
  6. Гостюхина О.Л., Головина И.В. Особенности системы антиоксидантной защиты тканей черноморской камбалы калкан при кратковременном голодании // Доповiдi НАН України. 2011. № 4. С. 143–147.
  7. Истомина А.А., Челомин В.П. Влияние совместного действия голодания и меди на антиоксидантную систему Crenomytilus grayanus (Dunker, 1853) // Изв. Самарского научного центра РАН. 2018. Т. 20. № 5. С. 97–103.
  8. Зайчик А.Ш., Чурилов Л.П. Основы патохимии. В 3 т.: Т. 2. Патофизиология. СПб.: ЭЛБИ. 2001. 687 с.
  9. Окислительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты / Под ред. Е.Б. Меньщиковой, В.З. Ланкина, И.А. Бондарь и др. М.: Фирма “Слово”. 2006. 556 с.
  10. Путилина Ф.Е. Определение содержания восстановленного глутатиона в тканях // Методы биохимических исследований. Л.: Изд-во ЛГУ. 1982. С. 183–187.
  11. Ревков Н.К. Особенности колонизации Черного моря недавним вселенцем – двустворчатым моллюском Anadara kagoshimensis (Bivalvia: Arcidae) // Мор. биол. журн. 2016. Т. 1. № 2. С. 3–17.
  12. Солдатов А.А., Андреенко Т.И., Головина И.В., Столбов А.Я. Особенности организации тканевого метаболизма у моллюсков с различной толерантностью к внешней гипоксии // Журн. эвол. биохим. и физиол. 2010. Т. 46. № 4. С. 341–349.
  13. Шашкина М.Я., Шашкин П.Н., Сергеев А.В. Роль каротиноидов в профилактике наиболее распространенных заболеваний // Рос. биотерапевт. журн. 2010. Т. 9. № 1. С. 77–86.
  14. Albentosa M., Fernandez-Reiriz M.J., Labarta U., Pérez-Camacho A. Response of two species of clams, Ruditapes decussatus and Venerupis pullastra, to starvation: physiological and biochemical parameters // Comp. Biochem. Physiol. 2007. V. 146. № 2. P. 241–249.
  15. Almeid A.E., Di Mascio P. Hypometabolism and antioxidative defense systems in marine invertebrates // Hypometabolism: Strategies of Survival in Vertebrates and Invertebrates. ISBN: 978-81-308-0471-2 / Ed. A. Nowakowska. Moscow: Caputa, 2011, P. 39–55.
  16. Ansaldo M., Sacristan H., Wider E. Does starvation influence the antioxidant status of the digestive gland of Nacella concinna in experimental conditions? // Comp. Biochem. Physiol. Part C: Toxicol. Pharmacol. 2007. V. 146. № 1–2. P. 118–123.
  17. Bhunia A.S., Mukherjee S., Bhunia N.S. et al. Immunological resilience of a freshwater Indian mollusk during aestivation and starvation // Aquacult. Rep. 2016. V. 3. P. 1–11.
  18. Gao L., Chen L., Song B. Effect of starvation and compensatory growth on feeding, growth and body biochemical composition in Acipenser schrenckii juveniles // J. Fish. China. 2004. V. 28. № 3. P. 279–284.
  19. Golovina I.V., Gostyukhina O.L., Andreyenko T.I. Specific metabolic features in tissues of ark clam Anadara kagoshimensis Tokunaga, 1906 (Bivalvia: Arcidae), a Black Sea invader // Russ. J. Biol. Invasions. 2016. V. 7. № 2. P. 137–145.
  20. Gostiukhina O.L., Golovina I.V. Comparative analysis of antioxidant complex of the Black Sea mollusks Mytilus galloprovincialis, Anadara inaequivalvis and Crassostrea gigas // Hydrobiol. J. 2013. V. 49. № 3. P. 77–84.
  21. Gostyukhina O.L., Soldatov A.A., Golovina I.V., Borodina A.V. Content of carotenoids and the state of tissue antioxidant enzymatic complex in bivalve mollusc Anadara ina-equivalvis Br. // J. Evol. Biochem. Physiol. 2013. V. 49. № 3. C. 309–315.
  22. Goth L.A. A simple method for determination of serum ca-talase activity and revision of reference range // Clin. Chim. Acta. 1991. V. 196. № 2–3. P. 143–151.
  23. Hermes-Lima M., Storey K.B. Antioxidant defenses and metabolic depression in a pulmonate land snail // Am. J. Physiol., Regular., Integrated and Comp. Physiol. 1995. V. 268. № 6. P. 1386–1393.
  24. Husmann G., Abele D., Rosenstiel P. et al. Age-dependent expression of stress and antimicrobial genes in the hemocytes and siphon tissue of the Antarctic bivalve, Laternula elliptica, exposed to injury and starvation // Cell Stress and Chaperones. 2014. V. 19. № 1. P. 15–32.
  25. Manduzio H., Rocher B., Durand F. et al. The point about oxidative stress in mollusks: A review // ISJ. 2005. V. 2. P. 91–104.
  26. Marques A., Piló D., Araújo O. et al. Propensity to metal accumulation and oxidative stress responses of two benthic species (Cerastoderma edule and Nephtys hombergii): are tolerance processes limiting their responsiveness? // Ecotoxicology. 2016. V. 25. № 4. P. 664–676.
  27. Miyamoto Y., Iwanaga C. Effects of sulphide on anoxia-driven mortality and anaerobic metabolism in the ark shell Anadara kagoshimensis // J. Mar. Biol. Association UK. 2017. V. 97. № 2. P. 329–336.
  28. Moore M.N., Viarengo A., Donkin P., Hawkins A.J. Autophagic and lysosomal reactions to stress in the hepatopancreas of blue mussels // Aquat. Toxicol. 2007. V. 84. № 1. P. 80–91.
  29. Nishikimi M., Rao N.A., Yagi K. The occurrence of supero-xide anion in the reaction of reduced phenazine methosulphate and molecular oxygen // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1972. V. 46. № 2. P. 849–854.
  30. Novitskaya V.N., Soldatov A.A. Peculiarities of functional morphology of erythroid elements of hemolymph of the Bivalve mollusk Anadara inaequivalvis, the Black Sea // Hydrobiol. J. 2013. V. 49. № 6. P. 64–71.
  31. Nowakowska A., Swiderska-Kolacz G., Rogalska J., Caputa M. Antioxidants and oxidative stress in Helix pomatia snails during estivation // Comp. Biochem. Physiol. Part C: Toxicol. Pharmacol. 2009. V. 150. № 4. P. 481–486.
  32. Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction // Anal. Biochem. 1979. V. 95. № 2. P. 351–358.
  33. Paglia D., Valentine W. Studies on the quantitative and qua-litative characterization of erythrocyte glutathione pe-roxidase // J. Lab. Clin. Med. 1967. V. 70. № 1. P. 158–169.
  34. Ramnanan C.J., Storey K.B. Glucose-6-phosphate dehydrogenase regulation during hypometabolism // Biochem. Biophys. Res. Com. 2006. V. 339. № 1. P. 7–16.
  35. Ramos-Vasconcelos G.R., Hermes-Lima M. Hypometabolism, antioxidant defenses and free radical metabolism in the pulmonate land snail Helix aspersa // J. Exp. Biol. 2003. V. 206. № 4. P. 675–685.
  36. Sidorov A.V., Maslova G.T. Antioxidant defense in the central nervous ganglions of mollusk Lymnaea stagnalis // Proc. Natl. Acad. Sci., Belarus, Biol. ser. 2009. № 1. P. 91–95.
  37. Shcherban S.A. Tissue peculiarities of the protein anabolism in bivalve mollusk Anadara inaequivalvis in norm, under food deficit and anoxia // Hydrobiol. J. 2012. V. 48. № 2. P. 21–29.
  38. Shikata T., Shimeno S. Effects of feed restriction and starvation on fatty acid synthesis and oxidation of glucose and alanine in carp hepatopancreas // Fish. Sci. Tokyo. 1997. V. 63. № 2. P. 301–303.
  39. Trevisan R., Mello D., Delapedra G. et al. Gills as a glutathione-dependent metabolic barrier in Pacific oysters Crassostrea gigas: Absorption, metabolism and excretion of a model electrophile // Aquat. Toxicol. 2016. V. 173. P. 105–119.
  40. Zhang C.J., Liu J., Chen J.H. et al. Effects of starvation and refeeding on digestive enzyme activity and antioxidative capacity of razor clam (Sinonovacula constricta) // J. Fish. China. 2010. V. 34. № 7. P. 1106–1112.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2.

Скачать (46KB)
Метаданные
3.

Скачать (44KB)
Метаданные
4.

Скачать (44KB)
Метаданные

© О.Л. Гостюхина, А.А. Солдатов, 2023